Контроль качества определения чувствительности

При определении чувствительности микроорганизмов к АБП любым методом необходимо выполнять процедуры внутреннего контроля качества исследования.

Достоверность результатов исследования чувствительности микроорганизмов к АБП зависит от следующих основных параметров:

  • состава питательной среды;
  • соответствия реальной активности используемых антибиотиков (или их содержания в дисках) паспортным характеристикам (активности);
  • соблюдения стандартности выполнения всех лабораторных процедур.

Контроль чистоты роста культуры

Образец инокулюма, использованного для оценки чувствительности необходимо засеять на чашку с неселективной питательной средой и инкубировать в течение ночи. При выявлении на неселективной среде смешанной культуры результаты оценки антибиотикочувствительности не учитывают, исследование необходимо повторить.

Контроль качества питательных сред

Контроль роста

Каждая партия плотных питательных сред для определения чувствительности должна проверяться на пригодность для роста тестируемых микроорганизмов. Для этого используются соответствующие контрольные штаммы E.coli ATCC 25922, P.aeruginosa ATCC 27853, S.aureus ATCC 25923, E.faecalis ATCC 29212, S.pneumoniae ATCC 49619, H.influenzae ATCC 49247 или ATCC 10211, N.gonorrhoeae ATCC 49226. Из суточных культур указанных микроорганизмов готовят микробную взвесь, соответствующую по плотности 0,5 по стандарту МакФарланда (содержащую приблизительно 1,5 х 108 КОЕ/мл). Из полученной микробной взвеси готовят серию последовательных разведений 1:10. Затем на приготовленные чашки с соответствующим агаром высевают по 0,1 мл взвеси -5, -6, -7 разведений, содержащих соответственно 1 х 103, 1 х 102, 1 х 101 КОЕ/мл. При хороших питательных свойствах среды должен отмечаться рост микроорганизмов из -6, -7 разведений.

Для контроля роста при определении чувствительности методами разведений (в агаре, в жидкой питательной среде) используют чашки с агаром, пробирки с бульоном или специально выделенные лунки микротитровального планшета, в которые не внесен АБП.

Контроль стерильности

Для контроля стерильности проводят инкубацию при 35 °С в течение 24 или более часов репрезентативного количества чашек с агаром из каждой партии при определении чувствительности ДДМ, чашек с агаром или пробирок с бульоном, не содержащих антибиотиков, при тестировании методом разведений в агаре или макроразведений в бульоне, соответственно. При определении чувствительности методом микроразведений контроль стерильности производится по специально выделенным для этой цели лункам микротитровального планшета, в которые не вносят растворы антибиотиков и микробную взвесь.

Проверка рН агара

В условиях рутинной работы лаборатории допустимо не контролировать рН приготовленного агара, если результаты тестирования контрольных штаммов находятся в необходимых границах. При возникновении проблем с результатами тестирования контрольных штаммов, особенно к АБП, активность которых может существенно изменяться под влиянием рН питательной среды (например, аминогликозиды, макролиды, тетрациклины и др.), необходимо провести определение рН среды после автоклавирования, внесения всех необходимых добавок и охлаждения до комнатной температуры (25 °С). Для достоверного определения рН необходимо использовать рН-метр с поверхностно-активным электродом, другие методы определения рН (с помощью лакмусовой бумаги, обычного рН-метра) не должны использоваться, так как не обеспечивают получения достаточно точных результатов. Приемлемый диапазон рН для питательных сред для определения чувствительности 7,2 – 7,4. При рН среды, выходящей за указанные пределы, возможны существенные отклонения результатов определения чувствительности от должных значений.

Контроль катионного состава

Для получения воспроизводимых результатов определения чувствительности к АБП (особенно к аминогликозидам, фторхинолонам, карбапенемам, тетрациклинам и некоторым другим) питательная среда должна содержать строго стандартизированные концентрации двухвалентных катионов, прежде всего Са2+ и Mg2+ (Са2+ = 20 - 25 мг/л и Mg2+ = 10 - 12,5 мг/л). Применение метода атомной абсорбционной спектрофотометрии для непосредственной оценки концентрации двухвалентных катионов в среде в повседневной практике мало реально.

О содержании в среде двухвалентных катионов косвенно можно судить по результатам тестирования чувствительности контрольного штамма Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853 к аминогликозидам (диаметр зоны вокруг диска с гентамицином должен быть в пределах 16 - 21 мм, а МПК гентамицина – в пределах 0,5 - 2,0 мкг/мл).

Контроль содержания тимина и тимидина

При определении чувствительности к АБП из группы антагонистов фолиевой кислоты (антифолатов) – сульфаниламидов и триметоприма – критически важным показателем является содержание антагонистов действия этих препаратов – тимина и тимидина в питательной среде. Питательные среды для определения чувствительности к сульфаниламидам и триметоприму должны содержать минимальные концентрации тимидина. О пригодности питательной среды для определения чувствительности к антифолатам можно косвенно судить по результатам тестирования контрольного штамма Enterococcus faecalis ATCC 29212. Среда считается удовлетворительной по качеству при МПК триметоприма/сульфаметоксазола в отношении E.faecalis ATCC 29212 ‹ 0,5/9,5 мг/л и диаметре зоны подавления роста вокруг диска с этим АБП ≥ 20 мм.

Интегральный контроль качества определения чувствительности

Наиболее доступным интегральным методом оценки качества определения чувствительности является сопоставление результатов определения чувствительности (МПК или диаметров зон подавления роста) контрольных (референтных) штаммов микроорганизмов с соответствующими показателями, приведенными в их паспортной характеристике. Тестирование контрольных штаммов проводят в соответствии с описанными выше методами, параллельно тестированию клинических изолятов.

Контрольные (референтные) штаммы микроорганизмов

В качестве контрольных используют штаммы Американской Коллекции Типовых Культур (АТСС), отличающиеся генетической стабильностью и хорошо изученными фенотипическими характеристиками, в том числе и уровнем чувствительности к АБП. Если при исследовании чувствительности к АБП контрольных штаммов получены значения МПК или диаметров зон подавления роста, соответствующие паспортным характеристикам этих штаммов, то это свидетельствует о стандартности условий постановки эксперимента. Результаты определения чувствительности клинических изолятов, полученные в этих условиях, следует признать достоверными.

Выбор референтных штаммов для проведения контроля качества тестирования определяется видом исследуемого микроорганизма. При контроле качества определения чувствительности отдельных групп микроорганизмов необходимо использовать следующие контрольные штаммы:

  • Enterobacteriaceae - E.coli ATCC 25922 и P.aeruginosa ATCC 27853;
  • Pseudomonas spp., Acinetobacter spp. и другие неферментирующие бактерии (НФБ) - P.aeruginosa ATCC 27853;
  • Staphylococcus spp. - S.aureus ATCC 29213 - для методов серийных разведений и S.aureus АТСС 25923 - для ДДМ;
  • Enterococcus spp. - E.faecalis ATCC 29212 – для метода серийных разведений и скрининга на высокий уровень резистентности к аминогликозидам и S.aureus ATCC 25923 – для ДДМ;
  • S.pneumoniae и Streptococcus spp. – S.pneumoniae ATCC 49619;
  • Haemophilus spp. – H.influenzae ATCC 49247, H.influenzae ATCC 49766;
  • Neisseria gonorrhoeae – N.gonorrhoeae ATCC 49266.

При определении чувствительности к ингибиторозащищенным пенициллинам (ампициллину/сульбактаму, амоксициллину/клавуланату и др.) используют штамм E.coli ATCC 35218 для контроля активности ингибиторов β˜-лактамаз.

При детекции отдельных механизмов резистентности (БЛРС, метициллинрезистентности и др.) возникает необходимость использования контрольных штаммов, обладающих указанными механизмами.

Допустимые диапазоны значений МПК и диаметров зон подавления роста для основных контрольных штаммов представлены в таблицах 2 – 5 (таблица 2, таблица 3, таблица 4, таблица 5).

Хранение контрольных штаммов

В условиях лаборатории штаммы должны храниться таким образом, чтобы возможность мутаций и контаминации культуры была минимальной. Для этого создается банк контрольных штаммов, предназначенный для длительного хранения, а для ежедневной рутинной работы используются регулярно субкультивируемые культуры.

Для длительного хранения штаммов существуют два основных способа. Первый состоит в приготовлении суспензии микроорганизмов в стабилизирующем растворе (50 % фетальной телячьей сыворотки в бульоне, 10 - 15 % глицерина в триптиказо-соевом бульоне, дефибринированная баранья или кроличья кровь). Наилучшую сохранность кульрут удается получить при хранении в замороженном состоянии при температуре - 70 °С и ниже в морозильной камере или в жидком азоте. Другой метод длительного хранения контрольных штаммов - в лиофилизированном виде.

Для непродолжительного хранения "рабочих" контрольных штаммов их выращивают в пробирке со скошенным агаром (триптиказо-соевым или другим аналогичным для "непривередливых" микроорганизмов, шоколадным для "привередливых" бактерий) и хранят в холодильнике при температуре 2 - 8 °С, субкультивируя еженедельно.

В случае, если "рабочие" контрольные штаммы были контаминированы или результаты определения чувствительности контрольного штамма не попадают в необходимые пределы, и это не может быть объяснено нарушениями методики определения чувствительности, "рабочий" штамм должен быть заменен на свежий из банка контрольных штаммов.

Перед использованием для контроля качества определения чувствительности хранившийся контрольный штамм должен быть дважды субкультивирован на подходящих питательных средах.

Частота проведения контроля качества

Оптимальным является проведение контроля качества определения чувствительности с использованием набора контрольных штаммов ежедневно, параллельно с тестированием клинических изолятов.

Однако на практике, при получении достаточно стабильных результатов контроля качества в течение хотя бы одного месяца частота контрольных исследований может быть сокращена до 1 - 2 раз в неделю. Контрольные исследования необходимо проводить при использовании новых партий реагентов, прежде всего, питательных сред.

В то же время, если при проведении подобного тестирования получаемые результаты окажутся за пределами указанных границ, необходимо вернуться к ежедневному контролю качества для выяснения причины получения неправильных результатов.

Назад

ФБУН НИИ эпидемиологии
и микробиологии имени Пастера
Отдел новых технологий